Diagnostik: Parasitologie
Wir weisen uns durch grosse Kompetenz in der Diagnose einer Vielzahl von Parasiten aus. Unser Fokus liegt dabei auf Protozoen und Helminthen aus tropischen Ländern. Wir testen aber auch auf Vireninfektionen wie das Dengue Fieber oder untersuchen Patientenproben auf einen möglichen Mikrosporen-Befall. Wir erhalten Proben aus der ganzen Schweiz und, im Falle von sehr seltenen Parasitosen, auch Serum-Proben aus der ganzen Welt.
Wir garantieren standartisierte Messbedingungen und somit reproduzierbare und präzise Resultate. Wir streben laufend Verbesserungen und Erneuerungen unserer Nachweismethoden an.
Protozoen
Acanthamebiasis
Amoebiasis
Erreger: Entamoeba histolytica
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: > 98% bei Abszessen in der Leber
Spezifität: > 97%
Grenzwert ELISA: < 0.40 negativ, 0.40-0.79 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 320 negativ, 320 unsicher, ≥ 640 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Unsichere Titer sollten nach 1 Woche kontrolliert werden. Posttherapeutisch ist innerhalb weniger Tage ein starker Titeranstieg zu beobachten. Ein deutlicher Abfall eines positiven Titers ist erst ca. 6 Monate nach Therapie festzustellen. Bei nicht-invasiver intestinaler Amoebiasis ist die Serologie fast immer negativ. Bei einem Leberabszess sind intestinale Infektionen mikroskopisch meist nicht mehr nachweisbar. Für den Nachweis der Amoeben im Punktat ist die PCR wesentlich erfolgversprechender als die mikroskopische Untersuchung.
Erreger: Entamoeba histolytica / Entamoeba dispar / Entamoeba dispar / Entamoeba polecki
Methode: Zwei Duplex real-time PCRs zur Differenzierung zwischen E. histolytica, E. dispar, E. moshkovskii und E. polecki
Material: Frischstuhl (Haselnuss-gross), Punktionsflüssigkeit. Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.
Hinweis: Die Unterscheidung zwischen der pathogenen Art E. histolytica und der apathogenen Arten E. dispar, E. moshkovskii und E. polecki kann am Mikroskop nicht gemacht werden. Sie ist aber wichtig in Fällen von therapieresistenten intestinalen Infektionen, bei Immunsuppression oder bei Schwangerschaft.
Blastocystis
Chagas
Erreger: Trypanosoma cruzi
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: 95%
Spezifität: 95%, Kreuzreaktionen möglich mit afrikanischen Trypanosomen, Leishmanien und Malaria
Grenzwert ELISA: < 0.30 negativ, 0.30-0.49 unsicher, ≥ 0.50 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Die Serologie ist besonders in der chronischen Phase der Krankheit die Methode der Wahl. Für den Nachweis einer intra-uterinen Übertragung während der Schwangerschaft empfehlen wir die Untersuchung von Nabelschnurblut mittels PCR.
Erreger: Trypanosoma cruzi
Methode: Nachweis von Trypanosoma cruzi mittels PCR
Material: Nabelschnurblut mit EDTA versetzt
Hinweis: Die Methode dient primär zum Nachweis der Übertragung von Mutter/Kind in utero. Die Sensitivität zum Nachweis einer Infektion beim Adulten ist geringer, da hier die Parasiten hauptsächlich intrazellulär in Muskelzellen anzutreffen sind.
Cryptosporidien
Erreger: Cryptosporidien
Methode: Mikroskopische Stuhluntersuchung nach Anreicherungsverfahren und modifizierter Ziehl-Neelson-Färbung.
Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.
Hinweis: Die Sensitivität variiert mit der Konsistenz der Probe und ist bei harten Stühlen geringer als bei Durchfallstuhl.
Erreger: Cryptosporidium spp.
Methode: Nachweis des Parasiten mittels Duplex real-time PCR. Es werden Cryptosporidium hominis/parvum von unbekannten Cryptosporidium spp. unterschieden.
Material: Frischstuhl (Haselnuss-gross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.
Hinweis: Mithilfe einer Amplifikation bestimmter DNA-Abschnitte (18SrRNA) und anschliessender Sequenzierung kann die genaue Cryptosporidium Spezies bestimmt werden. Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.
Cyclosporiasis
Cystoisosporiasis
Dientamoebiasis
Giardia
Erreger: Giardia lamblia, zur Therapiekontrolle
Methode: Nachweis von spezifischen Antigenen im Stuhl (Rapid Test Xpect Giardia, remel).
Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.
Hinweis: Empfohlen nur zur Therapiekontrolle oder zur gezielten Suche nach Giardia lamblia. Die Sensitivität einer Untersuchung liegt bei ca. 90% und ist damit höher als bei einer einzelnen Stuhluntersuchung (75%).
Erreger: Giardia lamblia
Methode: Nachweis des Parasiten mittels real-time PCR.
Material: Frischstuhl (Haselnuss-gross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.
Hinweis: DNA Überreste vom Parasit können über mehreren Tagen im Stuhl nachgewiesen werden. Nachkontrollen werden ca. 2 Monate nach Behandlung empfohlen. Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.
Leishmaniose
Erreger: Leishmania donovani complex; viszerale Leishmaniose
Methode: IFAT
Sensitivität :> 96%. Bei einer Infektion nach Immunsuppression wird oft nur eine schwache Immunantwort gebildet, so dass die Sensitivität auf ca. 60% sinkt.
Spezifität: Kreuzreaktionen möglich mit hochtitrigen Chagas- und Malaria-Seren.
Grenzwert IFAT: < 80 negativ, 80 unsicher, ≥ 160 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Im Falle einer erfolgreichen Therapie lässt sich bei ca. 70% der Patienten 2 Monate nach Therapie-Ende ein Titerabfall feststellen. Eine kutane Leishmaniose wird serologisch nur ausnahmsweise erfasst. Als Alternativen bieten sich PCR oder in vitro Kultur an.
Erreger: Leishmania spp.
Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung der Spezies durch Sequenzierung des HSP70 Gens.
Material: 0.2-0.5 cm3 Biopsie (am Rande der Wunde) in physiol. NaCl, 1ml Knochenmarkspunktat mit EDTA.
Hinweis: Der Nachweis gelingt selten auch an in Paraffin eingebetteten Präparaten.
Erreger: Leishmanien
Methode: Nachweis der Parasiten mittels in vitro Kultur.
Material: Aspirate, Biopsien oder Punktate. EDTA-Blut ist nicht geeignet!
Hinweis: Material möglichst steril entnehmen und PER EXPRESS einsenden. Bei stark blutigen Biopsien (Knochenmark) Gerinnungshemmer zugeben (EDTA). Biopsien kutaner Leishmaniosen vom Wundrand, nicht vom nekrotisierten Gewebe entnehmen und in sterile physiologische NaCl (0.9%) geben. Biopsien dürfen gekühlt, aber nie gefroren werden. Bei positivem Befund ist das Ergebnis in wenigen Tagen zu erwarten Bei negativem Befund oder schlechtem Material in 10-12 Tagen.
PCR: 1) Alte/Neue Welt Leish PCR, 2) Spezies-Typisierung mit Restriktionsenzymen.
Malaria
Erreger: Plasmodium spp.
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: > 98%
Spezifität: Kreuzreaktionen möglich mit Leishmaniose-, Chagas- und Schlafkrankheits-Seren
Grenzwert ELISA: < 0.15 negativ, 0.15-0.29 unsicher, ≥ 0.30 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 40 negativ, 40 unsicher, ≥ 80 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Antikörper können erst 1 Woche nach dem ersten Fieberschub nachgewiesen werden, weshalb die Serologie zur Diagnose einer akuten Malaria ungeeignet ist. Differenzierung verschiedener Malaria-Arten serologisch nicht möglich. Antikörper können Monate bis Jahre persistieren. Zusätzlich Blutausstrich und dicker Tropfen, PCR!
Erreger: Plasmodium spp.
Methode: Mikroskopische Untersuchung von Dickem Tropfen und Blutausstrich.
Material: 2 ml EDTA-Blut per Express. Bei Kleinkindern kann auch ein EDTA-Mikrotainer abgenommen werden. Es wird empfohlen ungefärbte Dicke Tropfen und Ausstriche mitzuschicken. Die Blutentnahme sollte vor Therapiebeginn erfolgen.
Hinweis: Die Suche nach Malariaparasiten ist eine Notfalluntersuchung. Bitte vorgängig das Labor (061 2848 261) oder den Dienstarzt (061 2848 255) informieren. Bei der Untersuchung wird die Spezies und die Parasitaemie bestimmt. Die Nachweisgrenze liegt bei ca. 10 Parasiten/ ul Blut. Ein negatives Ergebnis schliesst deshalb eine Malaria nicht aus und die Untersuchung muss bei persistierendem Verdacht wiederholt werden. Das Resultat wird immer telefonisch gemeldet.
Erreger: Plasmodium spp.
Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung aller humanpathogene Plasmodium Arten (P. falciparum, P. vivax, P. malariae, P. ovale, P. knowlesi) mittels spezies-spezifischer real-time PCR.
Material: 1ml EDTA-Blut. Im Bedarfsfall kann die Bestimmung auch von einem gefärbten Ausstrich durchgeführt werden. Dabei ist mit einer Einbusse der Sensitivität zu rechnen.
Hinweis: Ideale Methode zur Identifikation der Spezies, wenn dies morphologisch und mikroskopisch nicht möglich ist (anbehandelte Malaria, Abklärung von Mischinfektionen). PCR ist wegen dem Zeitaufwand nicht als Notfalldiagnostik geeignet. Hierzu Dicken Tropfen und Blutausstrich durchführen (telefonische Anmeldung)!
Schlafkrankheit (afrikanische Trypanosomiasis)
Erreger: Trypanosoma brucei
Methode: IFAT
Sensitivität: 98% für T.b. rhodesiense, 90% für T.b. gambiense
Spezifität: Kreuzreaktionen möglich mit Chagas-, hochtitrigen Leishmaniose- und Malaria-Seren.
Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Antikörper können ca. 2 Wochen nach dem infektiösen Stich nachgewiesen werden.
Erreger: Trypanosoma b. rhodesiense / Trypanosoma b. gambiense
Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung der Trypanosoma Subtypen mittels spezies-spezifischer Duplex real-time PCR zur Identifizierung der human-pathogenen Erreger.
Material: 1ml EDTA-Blut.
Hinweis: Tierpathogene Trypanosoma (Trypanosoma evansi, Trypanosoma b. brucei, Trypanosoma equiperdum) werden auch von der Screening real-time PCR erfasst, stellen jedoch keine Gefahr für den Menschen dar. Nachweis im Liquor ist ebenfalls möglich, jedoch nicht akkreditiert.
Helminthen
Angiostrongyloidose
Erreger: Angiostrongylus cantonensis (Ratten-Lungenwurm)
Methode: Western Blot
Sensitivität: Die Sensitivität hängt stark vom Stadium der Infektion ab. Bei entsprechender Klinik und Anamnese wird empfohlen, die Untersuchung nach 1-2 Wochen zu wiederholen, da die Reaktion mit der spezifischen Bande in der akuten Phase oft gar nicht oder relativ spät nachweisbar ist. So kann die Sensitivität bei rekonvaleszenten Patienten bis auf 99% gesteigert werden.
Spezifität: Kreuzreaktionen mit anderen Helminthen Antikörpern möglich, z.B. Toxocara, Gnathosthoma, Strongyloides.
Referenzbereich: negativ
Hinweis: Bei Neuroangiostrongyliasis kommt es zur eosinophilen Meningitis. Spezifische Antikörper können auch im Liquor nachgewiesen werden. Im Liquor findet sich oftl eine Hyperleukozytose mit >10% eosinophilen Granulozyten.
Anisakiasis
Parasit: Fadenwurm (Heringswurm), roher Salzwasser-Fisch
Methode: Western Blot
Sensitivität: 92%
Spezifität: 99%
Referenzbereich: negativ
Hinweis: Die Verdachtsdiagnose eine Anisakiasis muss bei Verdauungsbeschwerden nach Verzehr von rohem Fisch oder Meeresfrüchten in Betracht gezogen werden. Starke klinische Symptome können nach 24-48h auftreten. Zu diesem Zeitpunkt sind serologische Untersuchungen noch nicht sinnvoll.
Echinokokkose
Erreger: Echinococcus granulosus (Hundebandwurm)
Methode: ELISA, IHA
Sensitivität: > 95% bei Leberinfektionen. Tiere Sensitivität bei Infektion anderer Organe ohne Leberbeteiligung.
Spezifität: Kreuzreaktionen bekannt mit E. mulitlocularis und Zystizerkose.
Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IHA: 64 negativ, 128 unsicher, ≥ 256 positiv
Hinweis: Der Einsatz mehrerer Tests erlaubt in den meisten Fällen eine zuverlässige Differenzierung zwischen E. granulosus und E. multilocularis (EM2 und EMG11 Test).
Erreger: Echinococcus multilocularis (Fuchsbandwurm), Echinococcus granulosus (Hundebandwurm)
Methode: Western Blot
Sensitivität: 97%
Spezifität: 95%, Kreuzreaktionen mit Zystizerkose Seren möglich.
Referenzbereich: negativ
Hinweis: Bildgebende Verfahren sind für die definitive Diagnose sehr empfohlen. Der Western Blot erfasst Infektionen mit Echinokokkus granulosus und Infektionen mit Echinokokkus multilocularis. Durch spezifische Bandenmuster kann die Spezies in 75-80% der Echinokokkosen differenziert werden.
Enterobiasis (Oxyuren-Eier)
Erreger: Oxyuren-Eier (Enterobius vermicularis)
Methode: Mikroskopischer Nachweis mittels Klebstreifen auf Objektträger
Hinweis: Es ist unbedingt darauf zu achten, dass ein durchsichtiger und nicht ein matter Klebstreifen verwendet wird. Der Perianal-Abdruck mittels Klebstreifen soll morgens vor der ersten Defäkation und vor dem Duschen durchgeführt werden. Der Klebstreifen kann direkt auf einen Objektträger geklebt und eingesandt werden.
Fasciolose (Distomatose)
Erreger: Fasciola hepatica (gr. Leberegel)
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: 99%
Spezifität: Das Fasciola-Antigen ist hochspezifisch (99%), aber Fasciolose-Seren können mit vielen anderen Helminthen-Antigenen kreuzreagieren!
Grenzwert ELISA: < 0.30 negativ, 0.30-0.49 unsicher, ≥ 0.50 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Die Serologie ist die Methode der Wahl in der Frühphase der Infektion. Die Präpatenz, in der noch keine Eier nachgewiesen werden können, dauert ca. 3 Monate!
Stuhluntersuchung: Eier im Stuhl
Filariosen
Erreger: Filarien (Fadenwurm), Wucheria bancrofti, Brugia malayi, Loa loa, Onchocerca volvulus, Mansonella perstans
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: 95-99%
Spezifität: 70% (ELISA), 93-100% (IFAT)
Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer
Hinweis: Starke Kreuzreaktionen mit Strongyloides, leichtere mit Echinokokkus. Eine Artdifferenzierung ist im ELISA/IFAT nicht möglich. Hierfür ist eine mikroskopische Blutuntersuchung (Abnahmezeitpunkt beachten!) oder ein gezielter Ag-Nachweis (W. bancrofti) oder Ak-Nachweis (B. malayi) durchzuführen.
Methode: W. bancrofti Antigen Nachweis, ELISA (Og4C3)
Sensitivität: 98%*
Spezifität: 98%
Referenzbereich: negativ
Hinweis: Der Test detektiert zirkulierendes Antigen von adulten Würmern, welches auch tagsüber nachgewiesen wird. Die Antigenmenge korreliert mit der Parasitenlast.
* die Sensitivität beträgt ~100% mit einer Mikrofilariendichte von > 30 Mikrofilarien/ml Blut und fällt auf < 75% mit einer sehr niedrigen Mikrofilariendichte oder Abwesenheit von Mikrofilarien.
Die Blutprobe kann zu einem beliebigen Zeitpunkt abgenommen werden.
Erreger: Mirkofilarien (Larven)
Methode: Mikroskopischer Nachweis der Mikrofilarien nach Hämolyse.
Material: 5 ml EDTA-Blut. Der Zeitpunkt der Blutentnahme ist sehr wichtig, weil die Mikrofilarien im peripheren Blut eine Periodizität aufweisen.
Hinweis: Der Erregernachweis gelingt bei lymphatischen Filariosen im Nachtblut (Abnahme um Mitternacht), bei Loa loa im Tagblut (Abnahme um die Mittagszeit).
Gnathostomiasis
Erreger: Gnathostoma spp.
Methode: Western-Blot (G. spinigerum Antigen)
Sensitivität: höchste Sensitivität für Infektionen aus dem asiatischen Raum. Die Sensitivität kann (muss aber nicht) erniedrigt sein bei Infektionen aus Zentral-/Südamerika.
Spezifität: 94%
Referenzbereich: negativ
Hinweis: Die Sensitivität des Western Blots mit G. spinigerum Antigen kann bei Infektionen aus Zentral-/Südamerika niedriger sein, wie bei Infektionen aus dem Asiatischen Raum. Bitte geben Sie auf dem Auftragsformular an, in welchem Land/Region sich der Patient zuvor aufgehalten hat und ob roher Fisch konsumiert wurde. Ein Western Blot mit G. binucleatum Antigen kann bei vorheriger Exposition in Zentral-/Südamerika als wissenschaftliche Analyse zusätzlich durchgeführt werden, um die Sensitivität zu erhöhen.
Paragonimiasis
Schistosomiasis (Bilharziose)
Erreger: Schistosoma spp.
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: 98% für die Gesamtinterpretation aller 3 Tests. Die Sensitivität ist für S. mansoni etwas höher wie für S. haematobium.
Spezifität: Kreuzreaktionen werden vor allem im Ei-Ag ELISA mit Trichinella und Capillaria hepatica beobachtet.
Hinweis: Eine Artdifferenzierung ist im ELISA nicht möglich. Die Serologie ist speziell für die Frühphase der Infektion die Methode der Wahl. Antikörper (IgG) können nach Behandlung über Jahre (>10 Jahre!) persistieren.
Grenzwert ELISA Adult Ag: < 0.15 negativ, 0.15-0.29 unsicher, ≥ 0.30 positiv; Einheit: OD
Grenzwert ELISA Ei Ag: < 0.30 negativ, 0.30-0.59 unsicher, ≥ 0.60 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 80 negativ, 80 unsicher, ≥ 160 positiv; Einheit: reziproker Titer
Material: ganze Urinprobe (Spontanurin) vom Spätvormittag
Methode: Mikroskopischer Nachweis von Schistosoma haematobium Eiern im Urin nach Filtration.
Hinweis: Der Urin sollte zwischen 10:00 Uhr und 13:00 Uhr gelöst werden. Ideal ist einer vorausgehende sportliche Aktivität, wie z.B. Treppensteigen. Die Eier werden unregelmässig ausgeschieden. Die Untersuchung ist deshalb im Falle eines negativen Befundes bei symptomatischen Patienten zu wiederholen.
Methode: Duplex real-time PCR zum Nachweis von frei-zirkulierende DNA (ccfDNA) im Serum von S. mansoni und S. haematobium.
und Screening real-time PCR für den Nachweis von Schistosoma spp. Eier aller Arten im Stuhl oder Urin.
Material: 2ml Serum/Plasma für den Nachweis von ccfDNA von S. mansoni und S. haematobium. Frischstuhl (Haselnuss-gross) oder 50ml Urin für den Nachweis von Schistosoma spp. oder S. mansoni/S. haematobium Eier. Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.
Hinweis: ccfDNA wird kontinuierlich vom Parasiten ausgeschieden und zirkuliert anschliessend im Blut. Nach Behandlung steigt die ccfDNA des Parasiten im Serum an (Abbau vom Parasit). Nachkontrolle sollten somit erst 6 Monate nach Behandlung durchgeführt werden. Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.
Strongyloidose
Erreger: Strongyloides stercoralis, Zwergfadenwurm
Methode: ELISA (S.ratt Antigen)
Sensitivität: 95%
Spezifität: 84%, starke Kreuzreaktionen mit Filarien-Seren, leichte mit Echinokokken-Seren.
Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Methode: ELISA (S.papillosus Antigen), Bestätigungstest
Sensitivität: 94%
Spezifität: 93-96%
Grenzwert ELISA: < 0.8 negativ, 0.8-1.0 unsicher, ≥ 1.1 positiv; Einheit: Ratio
Hinweis: Bei einem positiven serologischen Befund sollte der Parasitennachweis im Stuhl angestrebt werden. Bei erfolgreicher Therapie wird innerhalb von 9-12 Monaten ein markanter Titerabfall festgestellt. Die Serologie ist deshalb auch zur Behandlungskontrolle empfohlen.
Erreger: Strongyloides stercoralis, Zwergfadenwurm
Methode: ELISA (S.ratt Antigen)
Sensitivität: 95%
Spezifität: 84%, starke Kreuzreaktionen mit Filarien-Seren, leichte mit Echinokokken-Seren.
Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Methode: ELISA (S.papillosus Antigen), Bestätigungstest
Sensitivität: 94%
Spezifität: 93-96%
Grenzwert ELISA: < 0.8 negativ, 0.8-1.0 unsicher, ≥ 1.1 positiv; Einheit: Ratio
Hinweis: Bei einem positiven serologischen Befund sollte der Parasitennachweis im Stuhl angestrebt werden. Bei erfolgreicher Therapie wird innerhalb von 9-12 Monaten ein markanter Titerabfall festgestellt. Die Serologie ist deshalb auch zur Behandlungskontrolle empfohlen.
Toxocarose
Erreger: Toxocara canis (Hundespulwurm), Toxocara cati (Katzenspulwurm)
Methode: ELISA
Sensitivität: 95-99%
Spezifität: 85-96%%
Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Hinweis: Antikörper können über Jahre persistieren.
Symptome: meist asymptomatisch. Fieber, abdominelle Schmerzen, Hepatomegalie, Splenomegalie, pulmonale Symptome, meist Leukozytose und Eosinophilie, erhöhtes IgE.
oder Augenbefall in Retina ohne allgemeine Symptome und ohne Eosinophilie.
Trichinellose
Erreger: Trichinella spiralis
Methode: ELISA, IFAT
Sensitivität: 90%, die Sensitivität ist abhängig von der Stärke des Befalls.
Spezifität: 99%, leichte Kreuzreaktivität mit Schistosomiasis möglich.
Grenzwert ELISA: < 0.50 negativ, 0.50-0.69 unsicher, ≥ 0.70 positiv; Einheit: OD
Grenzwert IFAT: < 160 negativ, 160 unsicher, ≥ 320 positiv; Einheit: reziproker Titer
Zystizerkose
Erreger: Taenia solium (Schweinebandwurm)
Methode: Western Blot
Sensitivität: > 95%, die Sensitivität ist abhängig von der Anzahl Cysitcerci und liegt bei einer einzelnen Läsion tiefer als bei multiplem Befall.
Spezifität: > 99%
Referenzbereich: negativ
Hinweis: Die Untersuchung kann bei neurologischer Symptomatik auch mit Liquorproben durchgeführt werden.
Diverse Tests
Dengue
Erreger: Dengue Virus
Methode: Schnelltest; Nachweis von IgG und IgM gegen Dengue Antigen im Serum, Rapid Test (Immunchromatographischer Nachweis)
Sensitivität: In der Frühphase der Infektion können oft kaum Antikörper nachgewiesen werden. Die Sensitivität steigt aber bis auf 97% wenn der Test nach 1 Woche wiederholt wird.
Spezifität: Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren sind häufig,
Referenzbereich: negativ
Hinweis: IgM Antikörper sind gegen Ende der febrilen Phase nachweisbar, IgG erst in der Rekonvaleszenz. Eine Wiederholung eines initial negativen Tests zu diesem Zeitpunkt kann eine allfällige Serokonversion erfassen. Mittels PCR können Viren während der febrilen Phase nachgewiesen werden; sobald Antikörper nachgewiesen werden wird die PCR negativ!
Helminthen allgemein
Methode: Mikroskopische Untersuchung von Frischstuhl auf Wurmeier nach einem Konzentrationsverfahren (Sedimentation). Die Sensitivität ist im allgemeinen höher als mit der SAF-Methode.
Material: Aprikosengrosse Probe Frischstuhl. Ein genügend grosses Probenvolumen ist wichtig für eine hohe Sensitivität des Nachweises.
Hinweis: Falls Würmer oder Proglottiden (Bandwurmglieder) im Stuhl beobachtet wurden, bitte in separatem Gefäss in physiologischer NaCl (0.9%) einsenden.
Methode: Mikroskopische Stuhluntersuchung nach Anreicherungsverfahren.
Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.
Hinweis: Viele Parasiten werden unregelmässig ausgeschieden. Die Untersuchung ist darum bei symtomatischen Patienten mit negativem Ergebnis zu wiederholen. Die Sensitivität einer einzelnen Untersuchung ist je nach Parasit verschieden. Sie beträgt bei Spul- und Peitschenwürmern ca. 90%, bei Giardia lamblia 75% (bei 3 Proben > 98%) und bei Entamoeba histolytica/dispar 60% (3 Proben ca. 94%).
Methode: Nachweis der DNA von 13 Protozoen
Material: Frischstuhl (Haselnuss-gross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich. Nachweis aus Fecal Swab nicht validiert.
Hinweis: Folgende Spezies werden nachgewiesen: Blastocystis hominis, Cyclospora cayetanensis, Cystoisospora belli, Cryptosporidium spp., Entamoeba histolytica, E. dispar, E. polecki, E. moshkovskii, Dientamoeba fragilis, Giardia lamblia, Microsporidia spp.. (Enterocytozoon bieneusi, Encephalitozoon spp., Vittaforma corneae).
Methode: Nachweis der DNA von 9 Helminthen
Material: Frischstuhl (Haselnuss-gross). Nachweis aus SAF-Stuhl und Fecal Swab nicht möglich.
Hinweis: Folgende Spezies werden nachgewiesen: Ancylostoma spp., Ascaris spp., Enterobius vermicularis, Hymenolepis spp. Necator americanus, Strongyloides spp., Taenia spp., Trichuris trichiura.
Diese Untersuchung ist zurzeit nicht akkreditiert.
Helminthen Suchtest
Methode: Multi-antigen-ELISA
Hinweis: Zur Abklärung einer Infektion mit Gewebshelminthen z.B. bei einer unklaren Eosinophilie oder entsprechender Klinik. Intestinale Helminthen werden vom Test nicht erfasst.
Erreger kein Tropenaufenthalt („Europa“), in den gemässigten Breiten erworbene Infektionen:
- Trichinellose (Trichinella spiralis)
- Toxocarose
- Fasciolose (Fasciola hepatica)
- Strongyloidose (Strongolides spp.)
Erreger nach Tropenaufenthalt („Tropen“), in den Tropen und gemässigten Breiten erworbene Infektionen:
- Trichinellose (Trichinella spiralis)
- Toxocarose
- Fasciolose (Fasciola hepatica)
- Schistosomiasis (S. mansoni Adult-Ag, S. mansoni Ei-Ag)
- Filariosen
- Strongyloidose (Strongolides spp.)
Mikrosporidien
Erreger: Mikrosporidian sp.
Methode: Screening real-time PCR mit anschliessender Differenzierung der Spezies durch Sequenzierung. Erfasst werden Enterocytozoon bieneusi, Encephalitozoon cunicul, E. hellem, E. intestinalisk und Vittaforma corneae.
Material: Frischstuhl (Haselnuss-gross). Nachweis aus SAF-Stuhl nicht möglich.
Bei Verdacht auf V. corneae Infektion kann auch Augensekret, Cornea-Abstrich bzw. Abkratzpräparat eingeschickt werden.
Hinweis: Mit einer diagnostischen Sensitivität von 79% kann mithilfe einer Amplifikation bestimmter DNA-Abschnitte (ITS) und anschliessender Sequenzierung die Mikrosporidien Spezies bestimmt werden. Der Nachweis von V. corneae ist zurzeit nicht akkreditiert.
Parasitenidentifikation
Erreger: Endoparasiten (Nematoden, Trematoden und Zestoden)
Methode: Generische Screening PCR von Wurmbestandteile und anschliessender Sequenzierung zur Spezies Bestimmung.
Material: Ganzer Wurm oder Wurmgewebe in physiol. NaCl Lösung.
Hinweis: Diese Screening PCRs sind von tiefer Sensitivität und benötigen ganze Wurmbestandteile (zB. Proglottid, Anisakis Biospie, Sparganose. Diese Untersuchung ist nicht akkreditiert.
Protozoen allgemein
Methode: Mikroskopischer Parasitennachweis mittels Kombination zweier Anreicherungsverfahren für optimale Sensitivität: SAF-Konzentration für Protozoen und Sedimentation für Helminthen.
Material: Aprikosengrosse Probe Frischstuhl. Ein genügend grosses Probenvolumen ist wichtig für eine hohe Sensitivität des Nachweises.
Methode: Mikroskopische Stuhluntersuchung nach Anreicherungsverfahren.
Material: Haselnussgrosse Stuhlprobe in SAF-Lösung geben und gut verrühren.
Hinweis: Viele Parasiten werden unregelmässig ausgeschieden. Die Untersuchung ist darum bei symptomatischen Patienten mit negativem Ergebnis zu wiederholen. Die Sensitivität einer einzelnen Untersuchung ist je nach Parasit verschieden. Sie beträgt bei Spul- und Peitschenwürmern ca. 90%, bei Giardia lamblia 75% (bei 3 Proben > 98%) und bei Entamoeba histolytica/dispar 60% (3 Proben ca. 94%).